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Evidenzbasierte Auswahl der Kulturoberfläche sichert experimentelle Reproduzierbarkeit und methodische Standardisierung

Die Etablierung geeigneter Kultivierungsbedingungen je Zelltyp ist von entscheidender Bedeutung, um die Reproduzierbarkeit von Versuchen in verschiedenen Laboren weltweit zu gewährleisten. Neben der Kontrolle der Schlüsselfaktoren wie Nährstoff- und Wachstumsfaktorversorgung sowie der Temperatur und der atmosphärischen Bedingungen ist die Wahl der Kultivierungsgefäße, insbesondere der Kultivierungsoberfläche, entscheidend für erfolgreiches Zellwachstum.

In der 2D-Zellkultur kann die Zelladhäsion an die Kulturoberfläche durch die Einbringung hydrophiler Gruppen in die Kunststoffoberfläche begünstigt oder überhaupt ermöglicht werden (erfahren Sie mehr über unsere 2D-Zellkulturoptionen auf cellculture.sarstedt.com). Alternativ wird die Kulturoberfläche zusätzlich mit Proteinen der extrazellulären Matrix beschichtet. 
Um wiederum die Zelladhäsion an der Kulturoberfläche zu verhindern und damit die Bildung dreidimensionaler multizellulärer Strukturen, z.B. Sphäroide, zu fördern, stellen vorbeschichtete, kommerziell erhältliche Kultivierungsgefäße derzeit die Option dar, die die konsistentesten und reproduzierbarsten experimentellen Ergebnisse verspricht.
Durch die Entwicklung aussagekräftiger in vitro-Modelle zur frühzeitigen Vorhersage von Hepatotoxizität und pharmakokinetischen Eigenschaften in der Medikamentenentwicklung unter Verwendung von primären humanen Hepatozyten oder Hundehepatozyten will die Arbeitsgruppe von Prof. Dr. Lauschke Standardisierung der Methodik in diesem Bereich beitragen, um gleichzeitig die Notwendigkeit von Tierversuchen zu verringern. [1]

Es hat sich gezeigt, dass Lebersphäroide bei langfristiger Kultur physiologisch relevante Phänotypen und Funktionen beibehalten, was sie sowohl für pharmakologische und toxikologische High-Throughput-Anwendungen als auch für die experimentelle Nachstellung chronischer Krankheiten qualifiziert, die eine wiederholte Arzneimittelexposition erfordern. [2-9]

Kommerziell erhältliche vorbeschichtete/vorbehandelte 3D-Zellkulturplatten stellen eine schnelle und einfache Methode für Sphäroidgenerierung dar. Die verfügbaren Platten unterscheiden sich sowohl in der Plattengeometrie als auch in der Beschichtung. Dies sind Faktoren, die die Lebensfähigkeit der Zellen, den molekularen Phänotyp aber auch die Verfügbarkeit von Wirkstoffen beeinflussen.  Letzteres kann aufgrund hoher Bindungskapazität der Beschichtungen beeinträchtigt sein. [10,11]

BIOFLOAT™ Zellkulturplatten zeigten in der neu veröffentlichten Studie eine hervorragende Leistung bei dem entscheidenden Qualitätsmerkmal der Bildung einzelner Sphäroide pro Well mit primären humanen Hepatozyten (PHH) in ≥ 95 % der Wells. PHH-Sphäroide, die mit BIOFLOAT™ kultiviert wurden, wiesen eine Zellviabilität von ≥ 90 % auf, während die Expression von Schlüsselgenen der Leber, die mit dem Arzneimittelstoffwechsel, dem Ethanolabbau, der Gallensäuresynthese und der Differenzierung zusammenhängen, erhalten blieb.

Bei der Behandlung von PHH-Sphäroiden mit prototypischen hepatotoxischen Stoffen reagierten die PHH-Sphäroide mit BIOFLOAT™ noch auf die niedrigsten Konzentrationen des Stoffes, was zeigt, dass die Stoffverfügbarkeit nicht durch die Beschichtung der Platte reduziert wurde.

Um den Bedarf an Tierversuchen in der präklinischen Arzneimittelprüfung zu verringern, können primäre Hundehepatozyten (PCH) als Sphäroide für bereits etablierte Assays verwendet werden. Für die Generierung physiologisch relevanter und funktioneller Sphäroide aus Hundehepatozyten für akute und chronische Toxizitätstests ist die Wahl der Kultivierungsoberfläche entscheidend. BIOFLOAT™ ermöglicht eine erfolgreiche Sphäroidkultur primärer Hundehepatozyten und damit möglicherweise eine Erweiterung des präklinischen Methodenrepertoires.

Insgesamt unterstreichen diese Ergebnisse die Eignung von BIOFLOAT™ für die Hepatozytenkultur in der präklinischen pharmakologischen und toxikologischen Wirkstoffforschung im Vergleich zu verschiedenen kommerziell erhältlichen Optionen. 

 

 

Interview mit Prof. Lauschke zur Anwendung der BIOFLOAT™ Platte

 

 

Literatur

[1] Xing C, Kemas A, Mickols E, Klein K, Artursson P, Lauschke VM. The choice of ultra-low attachment plates impacts primary human and primary canine hepatocyte spheroid formation, phenotypes, and function. Biotechnol J. 2024 Feb;19(2):e2300587. doi: 10.1002/biot.202300587. PMID: 38403411.

[2] Bell CC, Lauschke VM, Vorrink SU, Palmgren H, Duffin R, Andersson TB, Ingelman-Sundberg M. Transcriptional, Functional, and Mechanistic Comparisons of Stem Cell-Derived Hepatocytes, HepaRG Cells, and Three-Dimensional Human Hepatocyte Spheroids as Predictive In Vitro Systems for Drug-Induced Liver Injury. Drug Metab Dispos. 2017 Apr;45(4):419-429. doi: 10.1124/dmd.116.074369. Epub 2017 Jan 30. PMID: 28137721; PMCID: PMC5363699.

[3] Vorrink SU, Ullah S, Schmidt S, Nandania J, Velagapudi V, Beck O, Ingelman-Sundberg M, Lauschke VM. Endogenous and xenobiotic metabolic stability of primary human hepatocytes in long-term 3D spheroid cultures revealed by a combination of targeted and untargeted metabolomics. FASEB J. 2017 Jun;31(6):2696-2708. doi: 10.1096/fj.201601375R. Epub 2017 Mar 6. PMID: 28264975; PMCID: PMC5434660.

[4] Messner S, Fredriksson L, Lauschke VM, Roessger K, Escher C, Bober M, Kelm JM, Ingelman-Sundberg M, Moritz W. Transcriptomic, Proteomic, and Functional Long-Term Characterization of Multicellular Three-Dimensional Human Liver Microtissues. Appl In Vitro Toxicol. 2018 Mar 1;4(1):1-12. doi: 10.1089/aivt.2017.0022. PMID: 32953943; PMCID: PMC7500040.

[5] Vorrink SU, Zhou Y, Ingelman-Sundberg M, Lauschke VM. Prediction of Drug-Induced Hepatotoxicity Using Long-Term Stable Primary Hepatic 3D Spheroid Cultures in Chemically Defined Conditions. Toxicol Sci. 2018 Jun 1;163(2):655-665. doi: 10.1093/toxsci/kfy058. PMID: 29590495; PMCID: PMC5974779.

[6] Proctor WR, Foster AJ, Vogt J, Summers C, Middleton B, Pilling MA, Shienson D, Kijanska M, Ströbel S, Kelm JM, Morgan P, Messner S, Williams D. Utility of spherical human liver microtissues for prediction of clinical drug-induced liver injury. Arch Toxicol. 2017 Aug;91(8):2849-2863. doi: 10.1007/s00204-017-2002-1. Epub 2017 Jun 13. PMID: 28612260; PMCID: PMC5515971.

[7] Riede J, Wollmann BM, Molden E, Ingelman-Sundberg M. Primary human hepatocyte spheroids as an in vitro tool for investigating drug compounds with low clearance. Drug Metab Dispos. 2021 Jun 1:DMD-AR-2020-000340. doi: 10.1124/dmd.120.000340. Epub ahead of print. PMID: 34074732.

[8] Kanebratt KP, Janefeldt A, Vilén L, Vildhede A, Samuelsson K, Milton L, Björkbom A, Persson M, Leandersson C, Andersson TB, Hilgendorf C. Primary Human Hepatocyte Spheroid Model as a 3D In Vitro Platform for Metabolism Studies. J Pharm Sci. 2021 Jan;110(1):422-431. doi: 10.1016/j.xphs.2020.10.043. Epub 2020 Oct 26. PMID: 33122050.

[9] Preiss LC, Lauschke VM, Georgi K, Petersson C. Multi-Well Array Culture of Primary Human Hepatocyte Spheroids for Clearance Extrapolation of Slowly Metabolized Compounds. AAPS J. 2022 Mar 11;24(2):41. doi: 10.1208/s12248-022-00689-y. PMID: 35277751.

[10] Costa EC, de Melo-Diogo D, Moreira AF, Carvalho MP, Correia IJ. Spheroids Formation on Non-Adhesive Surfaces by Liquid Overlay Technique: Considerations and Practical Approaches. Biotechnol J. 2018 Jan;13(1). doi: 10.1002/biot.201700417. Epub 2017 Nov 15. PMID: 29058365.

[11] Palmgrén JJ, Mönkkönen J, Korjamo T, Hassinen A, Auriola S. Drug adsorption to plastic containers and retention of drugs in cultured cells under in vitro conditions. Eur J Pharm Biopharm. 2006 Nov;64(3):369-78. doi: 10.1016/j.ejpb.2006.06.005. Epub 2006 Jun 29. PMID: 16905298.